Hematopatologia – Biópsia de Medula Óssea

Voltar

Andréa Rodrigues Cordovil Pires, Aline Ueda e Cristiane Rúbia Ferreira

Códigos de topografia: Códigos CID-O (ver listagem de diagnósticos, item V)

I. Identificação e resumo clínico

I.1 Amostra

• Medula óssea – biópsia
• Medula óssea – coágulo

I.2 Sítio de coleta

• Crista ilíaca posterior
  • Direita
  • Esquerda
  • Bilateral
• Esterno
• Crista ilíaca anterior
• Outro (especificar): _____________________________________________
• Não referido

II. Dados clínicos relevantes

II.1 Motivo da biópsia

• Citopenia:
  • Anemia
  • Leucopenia, especificar: _____________________________________
  • Plaquetopenia
  • Pancitopenia
• Citose:
  • Poliglobulia
  • Leucocitose, especificar: ____________________________________
  • Plaquetose
  • Panmielose
• Suspeita de Síndrome/Neoplasia mielodisplásica
• Suspeita de neoplasia mieloproliferativa, especificar: ___________________
• Suspeita de leucemia aguda, especificar: ____________________________
• Suspeita neoplasia plasmocitária:
  • Gamopatia monoclonal de significado indeterminado (GMSI ou MGUS)
  • Mieloma Múltiplo (MM)
• Estadiamento de:
  • Suspeita de neoplasia metastática, com pesquisa de sítio primário
  • Suspeita de neoplasia metastática, com sítio primário conhecido (especificar): ______________________________________________
  • Linfoma, especificar: ________________________________________
• Suspeita de recaída de (especificar): _______________________________
• Reação leucoeritroblástica em sangue periférico
• Investigação de esplenomegalia
• Investigação de febre de origem indeterminada
• Suspeita de infecção, especificar: __________________________________
• Suspeita de amiloidose
• Doença de depósito, especificar: __________________________________
• Doença imune – especificar: __________________
• Aspirado seco
• Outro (especificar) _____________________________________________
• Não referido
• Tempo de duração dos sintomas, especificar: ________________________

II.2 Sorologias dignas de nota

• Infecção pelo HIV
• Infecção pelo HTLV-1
• Infecção pelo EBV
• Infecção pelo HHV8
• Infecção por hepatite B
• Infecção por hepatite C

II.3 Adenomegalia

• Sim
• Não
• Tamanho ____ cm

II.4 Esplenomegalia

• Sim
• Não
• Tamanho ____ cm

II.5 Terapia utilizada

• Radioterapia:
  • Não
  • Sim, especificar: ________________________________________
• Quimioterapia:
  • Não
  • Sim, especificar: ________________________________________
• Imunoterapia:
  • Não
  • Sim, especificar: ________________________________________
• Transplante:
  • Não
  • Sim, especificar: ________________________________________
• Medicamentos (especificar): ______________________________________
• Outro (especificar): _____________________________________________

II.6 Dados laboratoriais

• Hemoglobina: _________ g/L
• Hematócrito: __________%
• Volume corpuscular médio (VCM): __________fL
• Leucócitos: ___________ mm³
• Linfócitos: ____________ mm³
• Monócitos: ____________mm³
• Plaquetas: ____________ mm³
• Mielograma:
  • Relação G:E: _________________
  • Displasia presente, especificar:_________________________________
  • Blastos, especificar: __________%
  • Componente linfoplasmocitário, especificar: _______________________
  • Outros achados, especificar: ___________________________________
• Citometria de fluxo, especificar: ___________________________________
• Eletroforese de proteínas (pico monoclonal): _________________________
• Nível sérico de vitamina B12: _____________________________________
• Nível sérico de folato: ___________________________________________
• Nível sérico ferro (ferritina/saturação de transferrina): _________________
• Provas de hemólise: ______________________________________
• Outros: ________________________________________________

II.7 Exames de imagem

• Lesões osteolíticas: ______________________________________
• TC / RM / cintilografia / PETscan: ___________________________
• Outro(s) exame(s): _______________________________________

III. Exame macroscópico

III.1 Coágulo do aspirado

• Aspecto
  • Espécime fluido / dissolvido
  • Coágulo bem formado
• Dimensões ___ x ___ x ___ cm

III.2 Biópsia

• Aspecto
  • Espécime fragmentado
  • Cilindro bem formado
• Dimensões _____ x _____ cm

III.3 Fixação

• Formol tamponado 10%
• Formol 10%
• Não fixado
• Outro: _______________________________________________________

OBS:  Recomendação de fixação preferencialmente em formol tamponado a 10% por cerca de 8 a 72 horas, com melhor resultado entre 18 e 24 horas.

III.4 Descalcificação

• EDTA (ácido etilenodiaminotetraacético) 10%
• Ácido Fórmico 10%
• Ácido nítrico 25%
• Não fixado
• Outro: _______________________________________________________

OBS:  Recomendação de descalcificação com EDTA 10%, pois não hidrolisa o DNA, preservando o tecido para testes moleculares complementares. O tempo de descalcificação varia conforme o protocolo – vide comentário na seção 6.1

IV. Exame microscópico

IV.1 Adequação do espécime

• Satisfatório para avaliação
• Avaliação limitada por artefatos de:
  • Fragmentação
  • Arrancamento
  • Estiramento/esmagamento
  • Inundação hemorrágica
  • Outro, especificar: _________________________________________
• Insatisfatório para avaliação:
  • Ausência de representação de medula hematopoética
  • Amostra representada por osso cortical e tecido periosteal
  • Amostra diminuta, insuficiente para diagnóstico
  • Fixação / descalcificação inadequada
  • Outro, especificar: _________________________________________

OBS:  A interpretação somente é possível se a morfologia estiver preservada e representativa do tecido hematopoético. O tamanho adequado da amostra seria de 15 – 20 mm (mínimo de 5 espaços intertrabeculares). Aceitável, segundo a literatura, seria 5 mm ou 5 ou mais campos de grande aumento (CGA) de medula óssea preservada.

IV.2 Dados celulares quantitativos gerais

• Celularidade hematopoética medular para a idade
  • Normocelular, _____ %
  • Hipercelular, _____ %
  • Hipocelular, _____ %
• Relação granulocítica / eritroide (RGE): _____ G : _____ E

OBS: “fórmula” prática para calcular celularidade normal para a idade:

% de celularidade hematopoética normal = 100 – idade em anos (± 10 de desvio padrão); segundo a literatura, essa regra deve ser aplicada após a segunda década de vida até 70 anos; após essa idade, o limiar do platô seria de 25-30% (± 10). ex: 100 – 58 anos = 42% (32% – 52%), 100 – 28 anos= 72% (62% – 82%).

Ilustração 1- Celularidade na medula óssea

< 10%	~25%
50%	~75%
~100%
* As ilustrações são proporções aproximadas da distribuição dos elementos nucleados / hematopoéticos e adipócitos

IV.3 Dados celulares quantitativos e morfológicos – série granulocítica

• Celularidade:
  • Normocelular
  • Hipocelular
  • Hipercelular
  • Não avaliável
• Maturação
  • Presente / normomaturativa (Predomínio de formas maduras / leucócitos segmentados)
  • Presente com retardo de maturação (Presença de formas maduras e precursoras não segmentadas aumentadas em topografias paratrabecular, perivascular)
  • Predomínio de formas precursoras / jovens não segmentadas
• Atipia citoarquitetural:
  • Localização anormal de precursores imaturos (“abnormal localization of immature precursors – ALIP”) – Agregados de 3-5 células ou grupamentos >5 células de células mieloides imaturas em topografia intertrabecular (longe de vaso e trabécula óssea)
• Outros achados:
  • eosinofilia (leve, moderada ou acentuada)
  • frequentes mastócitos fusocelulares ou presença de grupamentos de mastócitos > 15 células (podem ser melhor avaliados em coloração de Giemsa ou estudo imuno-histoquímico)

OBS:  A série granulocítica apresenta seus elementos precursores em topografias paratrabecular ou perivascular, e os elementos maduros segmentados em topografia intertrabecular. O termo ALIP é uma designação específica para Síndrome/Neoplasia mielodisplásica e recomenda-se utilizá-lo apenas após confirmação por CD34.

IV.4 Dados celulares quantitativos e morfológicos – série eritroide

• Celularidade:
  • Normocelular
  • Hipocelular
  • Hipercelular
  • Não avaliável
• Maturação:
  • Presente / normomaturativa
  • Retardo de maturação (presença de frequentes elementos precursores, eritroblastos, com aspecto megaloblástico – focal ou difusa)
• Atipia citoarquitetural:
  • Expansão de colônias
  • Expansão e fusão de colônias
  • Topografia paratrabecular de colônias
  • Colônias pequenas, pouco coesas e presença de elementos isolados
  • Frequentes figuras de mitose
  • Binucleação e/ou fragmentação nuclear
• Outros achados:
  • Presença de inclusões eosinofílicas nucleares circundadas por halo claro e deslocando a cromatina para a periferia, morfologicamente consistente com infecção por Parvovírus sp.
  • Outros, especificar: _________________________________________

OBS:  A série eritroide está organizada em grupos/colônias coesos, com cerca de 10-20 células por colônia, em topografia intertrabecular.

IV.5 Dados celulares quantitativos e morfológicos – série megacariocítica

• Celularidade:
  • Normocelular
  • Hipocelular
  • Hipercelular
  • Não avaliável
• Aspectos citoarquiteturais:
  • Megacariócitos de aspecto habitual, normolobulados
  • Predomínio de megacariócitos pequenos e hipolobulados
  • Presença de ocasionais megacariócitos pequenos e hipolobulados
  • Presença de micromegacariócitos
  • Predomínio de megacariócitos grandes e hiperlobulados
  • Presença de megacariócitos atípicos, com núcleos vesiculosos ou hipercromáticos
  • Presença de agrupamentos/agregados, especificar:
    • frouxo
    • compacto
    • quantidade média de megacariócitos por grupamento: ___________
    • Localização:
      • peritrabecular
      • paratrabecular

• Outros achados:
  • Presença de emperipolese
  • Presença de frequentes núcleos nús

OBS:  O número normal de megacariócitos é estimado entre 2 e 4 por CGA, em topografia intertrabecular. Dismegacariopoese é definida como a presença de atipias citoarquiteturais em mais de 10% dos megacariócitos na Síndrome/Neoplasia mielodisplásica.

IV.6 Dados celulares quantitativos e morfológicos – série linfoide

• Presença de ocasionais pequenos linfócitos esparsos, de distribuição intersticial
• Presença de agregados de linfócitos – detalhar:
  • Focal
  • múltiplos
  • Morfologia das células linfoides (linfócitos pequenos, intermediários ou grandes)
  • Localização:
    • intertrabecular
    • paratrabecular
• Presença de infiltrado linfoide aumentado – detalhar:
  • Distribuição de padrão: nodular, difusa, intrassinusoidal ou mista
  • Estimar quantidade em relação aos elementos nucleados: ______________ %

OBS:  A medula óssea normal de pacientes adultos apresenta tecido linfoide, constituído por linfócitos pequenos intersticiais, cerca de 10% dos elementos nucleados. A proporção de linfócitos B e T é de cerca de 1 linfócito B para 4-5 linfócitos T.

IV.7 Dados celulares quantitativos e morfológicos – série plasmocitária

• Presença de ocasionais plasmócitos perivasculares e intersticiais esparsos (<10% dos elementos nucleados)
• Presença de infiltrado plasmocitário aumentado – detalhar:
  • Presença de agregados:
    • Focal
    • múltiplos
  • Localização:
    • intertrabecular
    • paratrabecular
  • Infiltração de padrão difuso
  • Estimar quantidade em relação aos elementos nucleados: ______________ %

IV.8 Graduação de reticulogênese (vide comentário na seção 6.3):

• Preservada – MF-0
• Aumento leve – MF-1
• Aumento moderado – MF-2
• Aumento acentuado – MF-3
• Não avaliável

IV.9 Graduação de hemossiderose:

• Ausente
• Presente, mínimo
• Presente, moderado
• Presente, acentuado
• Não avaliável

IV.10 Dados celulares quantitativos e morfológicos – outros elementos

• Infiltração neoplásica, não hematopoética – especificar: ________________
• Presença de atividade macrofágica
• Presença de hemofagocitose
• Necrose, especificar: ___________________________________________
• Granulomas
• Deposição de amiloide
• Edema estromal
• Degeneração serosa do estroma (transformação gelatinosa do estroma)
• Alterações ósseas
  • Sinais de osteosclerose, graduar: (leve, moderada e acentuada)
  • Adelgaçamento importante das trabéculas ósseas (sinais de osteoporose)
  • Doença de Paget óssea

V. Diagnóstico final

As neoplasias hematológicas listadas abaixo são classificadas segundo a Classificação de tumores hematolinfoides da Organização Mundial da Saúde (OMS), 5ª edição – 2022 (WHO-HAEM5), conforme o protocolo da CAP para neoplasias mieloides e de linhagem mista/ambígua que envolvem a medula óssea, 2025 (as formas provisórias estão assinaladas em itálico e os códigos CID-O, entre colchetes). Vide comentário na seção 6.5.

V.1 Diagnóstico final integrado (com Patologia molecular)

• Lesões precursoras mieloides
  • Hematopoiese clonal de potencial indeterminado (CHIP) [9860/0]
  • Citopenias clonais de significado indeterminado (CCUS) [9860/1]
  • Outra lesão precursora mieloide (especificar) [9860/0]:
    • Síndrome de Vexas
    • Outras, especificar: ___________________________________

• Neoplasia mieloproliferativa
  • Leucemia mieloide crônica, BCR-ABL1+ [9875/3]:
    • fase crônica
    • fase blástica
  • Leucemia neutrofílica crônica [9963/3]
  • Policitemia vera [9950/3]
  • Trombocitemia essencial [9962/3]
  • Mielofibrose primária [9961/3]:
    • pré-fibrótica
    • fibrótica
  • Leucemia eosinofílica crônica, SO [9964/3]
  • Leucemia mielomonocítica juvenil [9946/3]
  • Neoplasia mieloproliferativa, inclassificável [9975/3]

• Mastocitose
  • Mastocitose cutânea [9740/1]:
    • maculopapular
    • difusa
    • mastocitoma
  • Mastocitose sistêmica indolente [9741/1]
  • Mastocitose sistêmica latente [9741/1]
  • Mastocitose sistêmica agressiva [9741/3]
  • Mastocitose sistêmica com neoplasia hematológica associada [9741/3]
  • Leucemia de mastócitos [9742/3]
  • Sarcoma de mastócitos [9740/3]

• Neoplasia mielodisplásica

Neoplasias mielodisplásicas com anormalidades genéticas definidoras:

• Neoplasia mielodisplásica com baixa contagem de blastos e deleção 5q [9986/3]
• Neoplasia mielodisplásica com baixa contagem de blastos e mutação SF3B1 [9982/3]
• Neoplasia mielodisplásica com inativação bialélica de TP53 [9985/3]

Neoplasias mielodisplásicas, definidas morfologicamente:

• Neoplasia mielodisplásica com baixa contagem de blastos [9985/3]
  • com displasia de linhagem única
  • com displasia multilinhagem
• Neoplasia mielodisplásica hipoplásica [9985/3]
• Neoplasia mielodisplásica com aumento de blastos-1 [9983/3]
• Neoplasia mielodisplásica com aumento de blastos-2 [9983/3]
• Neoplasia mielodisplásica com aumento de blastos e fibrose [9983/3]

Neoplasias mielodisplásicas da infância:

• Neoplasia mielodisplásica mielodisplásicas da infância com baixa contagem de blastos [9985/3]
• Neoplasia mielodisplásica mielodisplásicas da infância com aumento de blastos [9983/3]
• Neoplasias mielodisplásicas / mieloproliferativas
  • Leucemia mielomonocítica crônica [9945/3]:
    • Leucemia mielomonocítica crônica mielodisplásica
    • Leucemia mielomonocítica crônica mieloproliferativa
  • Neoplasia mielodisplásica com neutrofilia [9876/3]
  • Leucemia mielomonocítica juvenil [9946/3]
  • Neoplasia mielodisplásica com mutação SF3B1 e trombocitose [9982/3]
  • Neoplasia mieloproliferativa / mielodisplásica, inclassificável [9975/3]
• Leucemia mieloide aguda (LMA)

Leucemias mieloides agudas com anormalidades genéticas definidoras:

• Leucemia promielocítica aguda com fusão PML::RARA [9866/3]
• Leucemia mieloide aguda com fusão RUNX1::RUNX1T1 [9896/3]
• Leucemia mieloide aguda com fusão CBFB::MYH11 [9871/3]
• Leucemia mieloide aguda com fusão DEK::NUP214 [9865/3]
• Leucemia mieloide aguda com fusão RBM15::MRTFA [9911/3]
• Leucemia mieloide aguda com fusão BCR::ABL1 [9912/3]
• Leucemia mieloide aguda com rearranjo KMT2A [9897/3]
• Leucemia mieloide aguda com rearranjo MECOM [9869/3]
• Leucemia mieloide aguda com rearranjo NUP98 [9861/3]
• Leucemia mieloide aguda com mutação NPM1 [9877/3]
• Leucemia mieloide aguda com mutação CEBPA [9878/3]
• Leucemia mieloide aguda relacionada à mielodisplasia [9895/3]
• Leucemia mieloide aguda com outras alterações genéticas definidas [9861/3] (especifique, se possível):
  • Leucemia mieloide aguda com fusão CBFA2T3::GLIS2
  • Leucemia mieloide aguda com fusão KAT6A::CREBBP
  • Leucemia mieloide aguda com fusão FUS::ERG
  • Leucemia mieloide aguda com fusão MNX1::ETV6
  • Leucemia mieloide aguda com fusão NPM1::MLF1
  • Leucemia mieloide aguda com fusão (outra), especificar: ________
• Leucemias mieloides agudas, definidas por diferenciação:
  • Leucemia mieloide aguda com diferenciação mínima [9872/3]
  • Leucemia mieloide aguda sem maturação [9873/3]
  • Leucemia mieloide aguda com maturação [9874/3]
  • Leucemia basofílica aguda [9870/3]
  • Leucemia mielomonocítica aguda [9867/3]
  • Leucemia monocítica aguda [9891/3]
  • Leucemia eritroide aguda (pura) [9840/3]
  • Leucemia megacarioblástica aguda [9910/3]

Sarcoma mieloide:

• Sarcoma mieloide [9930/3]
• Neoplasias mieloides secundárias

Neoplasias e proliferações mieloides associadas a condições antecedentes ou predisponentes:

• Neoplasia mieloide pós-terapia citotóxica [9920/3] (especificar neoplasia e terapia citotóxica, se possível):
  • Neoplasia mielodisplásica
  • Neoplasia mielodisplásicas / mieloproliferativa
  • Leucemia mieloide aguda
  • Terapia citotóxica: ______________________________________

• Neoplasia mieloide associada à predisposição germinativa (especificar neoplasia e predisposição germinativa, se possível):
  • Mielopoiese anormal transitória associada à síndrome de Down [9898/1]
  • Leucemia mieloide associada à síndrome de Down [9898/3]

• Neoplasias mieloides/linfoides

Neoplasias mieloides/linfoides com eosinofilia e fusões do gene da tirosina quinase

• Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de PDGFRA [9965/3]
• Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de PDGFRB [9966/3]
• Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de FGFR1 [9967/3]
• Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de JAK2 [9968/3]
• Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de FLT3 [9968/3]
• Neoplasia mieloide/linfoide com fusão ETV6::ABL1 [9968/3]
• Neoplasias mieloides/linfoides com outros genes de fusão de tirosina quinase, especificar se possível: _____________________________
• Leucemias agudas de linhagem mista ou ambígua

Leucemias agudas de linhagem ambígua com alterações genéticas definidoras:

• Leucemia aguda de fenótipo misto com fusão BCR::ABL1 [9806/3]
• Leucemia aguda de fenótipo misto com rearranjo KMT2A [9807/3]
• Leucemia aguda de linhagem ambígua com outras alterações genéticas definidas [9805/3]:
  • Leucemia aguda de fenótipo misto com rearranjo ZNF384
  • Leucemias agudas de linhagem ambígua com rearranjo BCL11B

Leucemia aguda de linhagem ambígua definida por imunofenótipo:

• Leucemia aguda de fenótipo misto, B / mieloide [9808/3]
• Leucemia aguda de fenótipo misto, T / mieloide [9809/3]
• Leucemia aguda de fenótipo misto, tipos raros:
  • Leucemia aguda de fenótipo misto, B/T
  • Leucemia aguda de fenótipo misto, B/T/mieloide
  • Leucemia aguda de fenótipo misto, T/megacariocítica

• Leucemia aguda de linhagem ambígua, SOE [9805/3]
• Leucemia aguda indiferenciada [9801/3]

OBS: Vide em seus respectivos capítulos o diagnóstico de outras neoplasias linfoides que podem acometer a medula óssea com frequência (com a respectiva codificação).

V.2 Exemplo de laudo

Informes clínicos: homem, 69 anos, em seguimento hematológico por anemia macrocítica há 2 anos e pancitopenia há 6 meses.

Material: biópsia e coágulo de medula óssea, crista ilíaca póstero-superior esquerda.

Macroscopia: recebido em formalina tamponada (1) coágulo vinhoso e friável, medindo 1,8 x 1,3 x 0,3 cm e (2) fragmento cilíndrico pétreo e pardo, medindo 1,7 x 0,1 cm, submetido a descalcificação com EDTA a 10%. Todo o material incluído em dois blocos: Coágulo: B1-1F, Biópsia de medula óssea: B2-1F.

Microscopia consolidada – 1 e 2:

• Representatividade: Amostra adequada, satisfatória para avaliação.
• Celularidade global: medula óssea hipercelular (80% de celularidade hematopoética).
• Série granulocítica: hipercelular, com frequentes elementos precursores não segmentados intertrabeculares e maturação presente.
• Série eritroide: hipercelular, com expansão e fusão de colônias, com frequentes elementos de aspecto megaloblastoide, em topografia paratrabecular.
• Série megacariocítica: hipercelular, com frequentes elementos pequenos e hipolobados, raros elementos binucleados e esparsos agrupamentos de cerca de 4 células em topografia paratrabecular.
• Proporção série granulocitica/eritroide: cerca de 1:1.
• Reticulogênese: aumento leve – MF-1
• Siderose (hemossiderose): presente, leve.
• Componente linfoide: presente, leve, de padrão intersticial e constituído por linfócitos pequenos.
• Componente plasmocitário: presente, leve, de padrão intersticial e perivascular.
• Trabéculas ósseas: preservadas.
• Outros achados: ausentes.

Estudo imuno-histoquímico:

• Mieloperoxidase: positivo na série granulocítica, com frequentes elementos precursores não segmentados intertrabeculares
• CD71: positivo na série eritroide, com expansão e fusão de colônias e topografia paratrabecular, com frequentes figuras de mitose
• E-caderina: positivo em frequentes precursores eritroides, com formação de agrupamentos
• CD61: positivo em megacariócitos, com frequentes elementos pequenos e hipolobados, raras formas binucleadas e presença de alguns micromegacariócitos.
• CD34: positivo em blastos (cerca de 5%)
• CD117: positivos em elementos precursores (cerca de 7%) e raros mastócitos
• P53: ausência de superexpressão.
• CD20: positivo em linfócitos B intersticiais.
• CD3: positivo em linfócitos T intersticiais.
• CD138: positivo em plasmócitos intersticiais e perivasculares (cerca de 5%).

Conclusão: O perfil imuno-histoquímico, associado aos achados morfológicos, demonstra medula óssea hipercelular para idade (cerca de 80%), apresentando displasia moderada na série eritroide e megacariocítica. Presença de aumento de blastos CD34 positivos (cerca de 5%). Os achados corroboram o diagnóstico de Síndrome/Neoplasia mielodisplásica.

Notas:

1. Recomenda-se a confirmação do número de blastos no aspirado de medula óssea (mielograma).
2. É essencial a correlação com dados clínicos, com exclusão de deficiências vitamínicas, de possíveis causas infecciosas, de doenças crônicas sistêmicas, de exposições a agentes quimioterápicos e/ou a outros medicamentos.
3. A biópsia de medula óssea deve ser interpretada em correlação com os demais exames laboratoriais complementares, como hemograma, mielograma, imunofenotipagem por citometria de fluxo e exames genético-moleculares.

VI. Considerações gerais

Na análise diagnóstica da biópsia de medula óssea (BMO), deve-se considerar que ela integra um procedimento diagnóstico multimodal, sendo fundamental uma interpretação funcional, integrada às informações clínicas essenciais, incluindo os dados hematológicos, com a citologia do sangue periférico e o mielograma. Para o diagnóstico correto, frequentemente há necessidade de estudos adicionais, como colorações histoquímicas e estudos imuno-histoquímicos (IHQ) da BMO, imunofenotipagem por citometria de fluxo do aspirado medular, além de estudos citogenéticos e de patologia molecular. O acesso parcial às amostras ou a uma análise desconectada da realidade clínica, não raro, dificulta um diagnóstico preciso.

VI.1 Biópsia – fixação e descalcificação

Há vários métodos de fixação propostos, mas a fixação em formalina tamponada a 10% é a mais adotada na rotina diagnóstica dos laboratórios de patologia, pois permite a avaliação morfológica adequada e a realização de IHQ e moleculares. O tempo de fixação recomendado na literatura varia entre 8 e 72 horas, com melhor resultado entre 18 e 24 horas. A exposição excessiva à formalina (> 24 horas) pode comprometer a preservação e a imunorreatividade da amostra. A fixação com Bouin permite um melhor detalhamento citológico, mas prejudica estudos IHQ e moleculares, portanto, deve ser evitada. Após a fixação, a BMO deve ser submetida a um processo de descalcificação antes de ser incluída em parafina, necessário para remover o cálcio do tecido ósseo (biópsia) e permitir o corte em micrótomo. A descalcificação pode ser realizada por diferentes metodologias.  A descalcificação com o EDTA (ácido etileno-diamino-tetra-acético; pH 7,2 a 10%; por cerca de 2 horas) é o método de escolha para BMO, pois preserva muito bem as estruturas celulares e extracelulares, bem como a antigenicidade, sendo ideal para imuno-histoquímica e para estudos moleculares posteriores. O ácido fórmico a 10% também é uma opção, pois causa menos danos morfológicos e teciduais do que os ácidos fortes, permitindo colorações de rotina (HE) de boa qualidade; porém, pode prejudicar o estudo IHQ se o tempo de exposição for excessivo. O ácido nítrico (a 25% ou a 8%) é ideal para amostras ósseas altamente mineralizadas, porém apresenta alta agressividade tecidual, podendo causar hidrólise celular, mascaramento de antígenos e má coloração, sendo desaconselhável para amostras delicadas de BMO. É importante reforçar que o ácido nítrico pode degradar o DNA para fins de estudos moleculares.

VI.2 Colorações histoquímicas

Para melhor avaliação morfológica e das alterações do estroma medular, é necessário, além da coloração padrão de hematoxilina e eosina (HE), realizar as colorações histoquímicas de Reticulina, Tricrômico de Masson, Giemsa, Perls e PAS (ácido periódico de Schiff). A coloração de reticulina avalia a fibrose medular reticulínica, associada ao colágeno do tipo III. O tricrômico de Masson avalia a fibrose medular colagênica, caracterizada por colágeno do tipo I.  Recomenda-se acrescentar a coloração de tricrômico de Masson quando se observa fibrose reticulínica aumentada, MF-2 ou MF-3. A coloração de Giemsa ajuda no reconhecimento dos elementos hematopoéticos. É possível observar os elementos segmentados da série granulocítica, que apresentam coloração eosinofílica leve no citoplasma, e os elementos eritroides, com coloração metacromática no citoplasma dos eritroblastos. Também se evidenciam os plasmócitos, com o halo paranuclear do complexo de Golgi, e os mastócitos, com citoplasma granular metacromático. O Perls é uma coloração para avaliar a deposição de ferro estromal (hemossiderose) e detecta o ferro férrico, enquanto a coloração de Turnbull detecta o ferro ferroso. Devido ao processo de depleção de ferro na etapa de descalcificação, a coloração menos conhecida de Turnbull é a mais recomendada, assim como a avaliação da hemossiderose no material do coágulo. O PAS pode ajudar a avaliar megacariócitos e mielopoese.

VI.3 Avaliação semiquantitativa da fibrose e osteosclerose

A medula óssea normal contém muito pouca fibra reticulínica, distribuída predominantemente ao redor de vasos e próximo às trabéculas ósseas. Secções espessas ou áreas com artefatos de esmagamento devem ser descartadas da avaliação para evitar superestimação, especialmente na coloração de reticulina. Além disso, a qualidade da coloração deve sempre ser validada por meio de controles internos positivos, representados por coloração perivascular normal de reticulina e colágeno, tipicamente observada em colorações adequadamente realizadas. As fibras reticulínicas na medula óssea estão aumentadas em várias patologias que induzem fibrose. A Tabela 1 descreve a graduação das fibras reticulínicas segundo o Consenso Europeu, adotado pela Classificação da OMS. Outro método de graduação da fibrose é o Sistema de classificação de Bauermeister modificado, com graus de 0 a 4, em que os graus 0 e 1 correspondem ao grau 0 (MF-0) da graduação adotada pela OMS. A medula óssea normal apresenta grau MF-0.

Tabela 1 Graduação de fibrose reticulínica (Consenso Europeu, adotado pela Classificação da OMS*).

Grau	Descrição
MF-0	Fibras reticulínicas lineares, dispersas e isoladas, sem intersecções (cruzamentos), correspondente à medula óssea normal.
MF-1	Trama reticulínica frouxa, com fibras finas e intersecções esparsas, especialmente nas áreas perivasculares.
MF-2	Aumento difuso e denso da trama reticulínica com extensas intersecções, ocasionalmente com feixes focais de fibras espessas, geralmente compatíveis com colágeno e/ou associadas à osteosclerose focal.
MF-3	Aumento difuso e denso de trama reticulínica com extensas intersecções e feixes grosseiros de fibras espessas compatíveis com colágeno, geralmente associados à osteosclerose.

* PMID: 16079113

A graduação da fibrose colagênica, através da coloração de tricrômico de Masson, é descrita na Tabela 2.

Tabela 2 Graduação de fibrose colagênica*.

Grau	Descrição
0	Colágeno perivascular apenas (normal), correspondente à medula óssea normal.
1	Deposição focal de colágeno paratrabecular e/ou intertrabecular sem conexão de trama.
2	Deposição de colágeno paratrabecular e/ou intertrabecular com conexão focal de trama ou aposição paratrabecular generalizada de colágeno.
3	Aumento difuso e denso da trama de colágeno com conexão completa.

* PMID: 26402166

As alterações de fibrose estromal podem produzir alterações nas trabéculas ósseas, resultando em osteosclerose. A graduação é apresentada na Tabela 3.

Tabela 3 Graduação de osteosclerose*.

Grau	Descrição
0	Trabéculas ósseas regulares (bordas paratrabeculares distintas).
1	Brotamento focal, ganchos, espículas ou aposição paratrabecular de osso novo.
2	Formação difusa de osso novo paratrabecular com espessamento das trabéculas (remodelamento ósseo), ocasionalmente com interconexões focais.
3	Extensa malha interconectada de osso novo (remodelamento ósseo) com apagamento dos espaços medulares.

* PMID: 26402166

VI.4 Padrões de distribuição específicos para linfócitos na medula óssea

Padrão gráfico	Nomenclatura	Exemplos
	Intersticial	Este é o padrão normal para o infiltrado linfoide não neoplásico na medula óssea, com proporção de cerca de 1 linfócito B para 4-5 linfócitos T.
	Nodular focal intertrabecular	Linfoma linfocítico / leucemia linfoide crônica; linfoma da zona marginal esplênico; linfoma de células do manto; linfoma linfoplasmocítico
	Paratrabecular	Linfoma folicular (maioria); linfoma de células do manto; linfoma da zona marginal esplênico; linfoma linfoplasmacítico, nunca LLC
	Intrassinusoidal	linfoma da zona marginal esplênico (típico); tricoleucemia; linfoma de células T hepatoesplênico.
	Difuso	Linfoma linfocítico / leucemia linfoide crônica; linfoma de grandes células B difuso; linfoma linfoplasmocítico. Qualquer linfoma pode apresentar padrão de infiltração difusa em estágio avançado.
Legenda da ilustração:

Além dos padrões de distribuição do infiltrado linfoide na medula óssea, outras características morfológicas e imunofenotípicas, como o tamanho celular e as margens dos agregados, também auxiliam na diferenciação entre agregados linfoides benignos e malignos. A presença de agregados linfoides com margens infiltrativas, localização paratrabecular e predomínio de linfócitos B são mais sugestivos de malignidade. A atipia citológica também contribui para a suspeita de linfoma. Agregados benignos geralmente apresentam predomínio de células T, margens bem circunscritas, localização não paratrabecular, linfócitos pequenos e ausência de atipia. O padrão intrassinusoidal é difícil de reconhecer apenas pela inspeção morfológica no HE. A combinação de critérios morfológicos e imunofenotípicos melhora a acurácia diagnóstica.

VI.5 Estudo imuno-histoquímico

Os estudos imuno-histoquímicos (IHQ) são imprescindíveis para a avaliação adequada da medula óssea na rotina diagnóstica. São particularmente úteis na distinção entre condições reativas e neoplásicas, como no diagnóstico de Síndrome/Neoplasia mielodisplásica, mieloma múltiplo, leucemias agudas, infiltração por linfomas e neoplasias não hematológicas. Recentemente, a determinação de alvos moleculares para terapia-alvo personalizada (ex.: CD20, CD30, BRAF, ALK) ou de marcadores específicos de mutações (ex.: NMP1, CAL2, phospho-STAT5) pode ser avaliada por IHQ.

Atualmente, quase todos os marcadores para diagnósticos hematológicos são facilmente demonstráveis em secções de parafina após uma recuperação antigênica eficaz. É importante que a interpretação da IHQ seja realizada no contexto da morfologia, tanto arquitetural quanto celular. É importante observar se as células de interesse estão adequadamente imunomarcadas – o padrão de coloração deve ser adequado a cada anticorpo em questão, ou seja, marcação de membrana (ex.: CD71), de núcleo (ex.: TdT, PAX5 e MUM1) e de citoplasma (ex.: mieloperoxidase). A utilização de controles externos é imprescindível para todos os marcadores, preferencialmente localizados na mesma lâmina do caso em estudo.

A lista de anticorpos primários é extensa e em constante crescimento. Os marcadores mais importantes a serem utilizados na prática da hematopatologia, que costumam funcionar em tecidos fixados e parafinados, estão descritos na Tabela 4.

Tabela 4 Painel imuno-histoquímico para avaliação da medula óssea, incluindo aplicação de marcadores para o diagnóstico de entidades específicas.

Proposta de painel imuno-histoquímico inicial para avaliação da medula óssea
Série granulocítica	Mieloperoxidase (MPO). Marcadores adicionais incluem:  lisozima, CD15
Série eritroide	CD71, glicoforina A (marcação em colônias eritroides e hemácias), E-caderina (marcação de precursores eritroides, especialmente proeritroblastos, sendo possível avaliar maturação)
Série megacariocítica	CD61 ou CD42b (mais específicos). Marcadores adicionais incluem: Fator VIII e CD31
Blastos	CD34 (estimar o percentual em relação aos elementos nucleados)
Precursores hematopoéticos	CD117: cora tanto os precursores da série granulocítica quanto os da série eritroide (estimar o percentual em relação aos elementos nucleados). Também é utilizado para realçar a população de mastócitos
Componente linfoplasmocitário	CD20 (linfócitos B), CD3 (linfócitos T) e CD138 (plasmócitos)
Marcadores imuno-histoquímicos complementares em entidades específicas
Neoplasia mieloproliferativa (Ph negativo)	Anticorpo mutação específico anti-calreticulina CAL2 e anti-phospho-STAT5, indicativo de mutação do JAK2 e/ou MPL (ambos úteis como triagem, se o status mutacional é desconhecido)
Síndrome/Neoplasia mielodisplásica	p53, marcador de triagem para alterações genético-moleculares do TP53, considerar apenas marcação forte (3+). O percentual varia na literatura, a partir de 2% a 5% deve ser reportado para indicar presença de superexpressão
Neoplasia mielodisplásica/mieloproliferativa (LMMC)	CD14 (marcador específico quantificar a população de monócitos), IRF8 (detectar monoblastos, marcação nuclear fraca, e células dendríticas plasmocitoides, marcação nuclear forte), CD117 e/ou triptase (avaliar presença de mastocitose sistêmica associada) Nota: presença de nódulos de células dendríticas plasmocitoides (IRF8 e/ou CD123) é sugestiva do diagnóstico de SMD/NMP
Leucemia mieloide aguda	Anticorpo mutação específico anti-NPM1 (define LMA, mesmo se MPO for negativo), CD33 (auxilia em casos com MPO negativo) Marcadores para diferenciação monocítica: CD11c, CD14, CD68 (clone PGM1), CD163, lisozima, IRF8 (nuclear fraco) p53, mandatório para triagem de alterações genético-moleculares do gene TP53
Leucemia linfoblástica B ou T	Tdt (além dos marcadores de linfócitos B e T) * As hematogônias (linfoblastos B) podem estar aumentadas em circunstâncias específicas, e coram para Tdt
Mastocitose sistêmica	Triptase, CD117 (para detectar formas atípicas fusocelulares e grupamentos > 15 células) CD30, CD25, CD2 (expressão aberrante)
Neoplasia de célula dendrítica plasmocitoide blástica	CD123, CD303, TCL1, TCF4, IRF8 (nuclear forte) e SOX4 (positividade em pelo menos 3 marcadores). Adicionalmente, CD4, CD56 e Tdt (a positividade desses marcadores, em conjunto com CD123, também é considerada definidora).
Neoplasia plasmocitária	CD138, CD56, CD117, Ciclina D1, Kappa, Lambda, CD20, CD3
Linfoma não Hodgkin de células B	CD20, CD3, CD5, CD10, BCL6, MUM1, CD21, CD23, BCL2, Ciclina D1, c-MYC, CD30, SOX11, LEF-1, Ki-67 (painel a depender do contexto deve ser ajustado, lembrando que casos previamente tratados com rituxmab deve-se adicionar CD19, CD79A ou PAX5)
Linfoma não Hodgkin de células T e NK/T	CD20, CD3, CD5, CD2, CD7, CD4, CD8, CD56, FOXP3, CD25, PD1, CD10, BCL6, CD30, ALK, TIA1, Granzima B, Perforina, EBV (LMP1 ou preferencialmente CISH para EBER), Beta-F1, TCR gama/delta, TRBC1, Ki-67 (painel a depender do contexto deve ser ajustado)
Linfoma de Hodgkin	CD20, CD3, PAX5, CD30, CD45, MUM1, CD45, ALK, EBV (LMP1 ou preferencialmente CISH para EBER)
Leucemia de células pilosas (tricoleucemia)	CD20, Anexina A1 (marcador mais específico, porém importante correlação morfológica porque cora série granulocítica normal da medula), DBA44, TRAP, Ciclina D1 (fraco e heterogêneo) e BRAF V600E
Leucemia linfocítica de células T granulares grandes	CD20, CD3, CD5, CD2, CD7, CD4, CD8, CD56, CD57, CD16, TIA1, granzima B, Perforina, Beta-F1, TCR gama/delta, TRBC1, Ki-67

Abreviações: Ph- cromossomo Philadelphia; LMMC- leucemia mielomonocítica crônica; SMD/NMP- neoplasia mielodisplásica/mieloproliferativa; LMA- leucemia mieloide aguda; CISH- hibridização in situ cromogênica.

VI.6 Classificações da OMS 5ª edição (2022) e de Consenso Internacional (ICC, 2022)

A divergência ocorrida em 2022 na hematopatologia criou um cenário único: a coexistência de duas classificações, a 5ª Edição da Classificação da OMS (WHO-HAEM5) e a Classificação de Consenso Internacional (ICC). A classificação da ICC para as neoplasias mieloides está descrita na Tabela 5.

Tabela 5 Classificação de Consenso Internacional (ICC) 2022 de Neoplasias Mieloides

Classificação de Consenso Internacional de Neoplasias Mieloides, 2022

Neoplasias mieloproliferativas

Leucemia mieloide crônica Policitemia vera Trombocitemia essencial Mielofibrose primária Mielofibrose primária pré-fibrótica Mielofibrose primária Leucemia neutrofílica crônica Leucemia eosinofílica crônica, sem outra especificação (SOE) Neoplasia mieloproliferativa, não classificável

Neoplasias mieloides/linfoides com eosinofilia e fusões do gene da tirosina quinase

Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de PDGFRA Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de PDGFRB Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de FGFR1 Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de JAK2 Neoplasia mieloide/linfoide com rearranjo de FLT3 Neoplasia mieloide/linfoide com ETV6::ABL1

Mastocitose

Neoplasias mielodisplásicas/mieloproliferativas

Leucemia mielomonocítica crônica Citopenia clonal com monocitose de significado indeterminado Monocitose clonal de significado indeterminado Leucemia mieloide crônica atípica Neoplasia mielodisplásica/mieloproliferativa com trombocitose e mutação SF3B1 Neoplasia mielodisplásica/mieloproliferativa com sideroblastos em anel e trombocitose, sem outra especificação Neoplasia mielodisplásica/mieloproliferativa, SOE

Citopenias clonais pré-malignas e síndromes mielodisplásicas (SMD)

Citopenia clonal de significado indeterminado Síndrome mielodisplásica com SF3B1 mutado Síndrome mielodisplásica com del(5q) Síndrome mielodisplásica com TP53 mutado Síndrome mielodisplásica, não especificada (SMD, SOE) SMD, SOE sem displasia SMD, SOE com displasia de linhagem única SMD, SOE com displasia multilinhagem Síndrome mielodisplásica com excesso de blastos Síndrome mielodisplásica/leucemia mieloide aguda (SMD/LMA) SMD/LMA com TP53 mutado SMD/LMA com mutações genéticas relacionadas à mielodisplasia SMD/LMA com anormalidades citogenéticas relacionadas à mielodisplasia SMD/LMA, não especificada

Distúrbios associados a mutações germinativas e/ou pediátricos

Leucemia mielomonocítica juvenil Neoplasias semelhantes à leucemia mielomonocítica juvenil Distúrbio mieloproliferativo associado à síndrome de Noonan Citopenia refratária da infância Neoplasias hematológicas com predisposição germinativa

Leucemias mieloides agudas (LMA)

Leucemia promielocítica aguda com t(15;17)(q24.1;q21.2)/PML::RARA LPA com outros rearranjos de RARA LMA com t(8;21)(q22;q22.1)/RUNX1::RUNX1T1 LMA com inv(16)(p13.1q22) ou t(16;16)(p13.1;q22)/CBFB::MYH11 LMA com t(9;11)(p21.3;q23.3)/MLLT3::KMT2A LMA com outros rearranjos de KMT2A LMA com t(6;9)(p22.3;q34.1)/DEK::NUP214 LMA com inv(3)(q21.3q26.2) ou t(3;3)(q21.3;q26.2)/GATA2;MECOM(EVI1) LMA com outros rearranjos de MECOM LMA com outras translocações recorrentes raras LMA com t(9;22)(q34.1;q11.2)/BCR::ABL1 LMA com NPM1 mutado LMA com mutações bZIP CEBPA em fase LMA e SMD/LMA com TP53 mutado LMA e SMD/LMA com mutações em genes relacionados à mielodisplasia LMA e SMD/LMA com anormalidades citogenéticas relacionadas à mielodisplasia LMA e SMD/LMA, SOE Sarcoma mieloide

Proliferações mieloides associadas à síndrome de Down

Leucemia aguda de linhagem ambígua

Leucemia aguda de fenótipo misto (MPAL, do inglês Mixed phenotype acute leucemia) com alterações genéticas definidoras MPAL com BCR::ABL1 MPAL com t(v;11q23.3): rearranjo de KMT2A MPAL com ativação de BCL11B MPAL com alterações imunofenotípicas definidoras MPAL B/Mieloide MPAL T/Mieloide MPAL B/T Leucemia aguda indiferenciada Leucemia aguda de linhagem ambígua, não especificada

Uma revisão detalhada das principais diferenças entre as classificações está fora do escopo deste Manual de padronização de Laudos. Em relação às síndromes/neoplasias mielodisplásicas (SMD), ambas as reconhecem como neoplasias clonais e incorporam avanços contemporâneos da biologia molecular na estratificação das neoplasias mieloides, porém diferem na forma de integrar as alterações genéticas e, sobretudo, na definição dos limites entre SMD e leucemia mieloide aguda (LMA). Atualmente, os laudos anatomopatológicos devem conter as duas classificações, porém, já está em andamento uma nova classificação integrada/unificada.

Na classificação da WHO-HAEM5, as neoplasias mielodisplásicas são organizadas em categorias definidas por alterações genéticas específicas (como mutações em SF3B1, inativação bialélica de TP53 e deleção 5q) e por critérios morfológicos, incluindo o grau de displasia e a porcentagem de blastos. A ICC 2022 adota uma abordagem mais orientada ao comportamento biológico e ao prognóstico.

A OMS mantém a categoria de SMD mesmo em casos com 10–19% de blastos (SMD com aumento de blastos-2, MDS-IB2), exceto quando há anomalias genéticas definidoras de LMA. Já a ICC cria uma categoria intermediária – SMD/LMA, reconhecendo que esses pacientes apresentam características clínicas e evolutivas mais próximas da LMA. Além disso, a ICC tende a flexibilizar o limite de blastos para o diagnóstico de LMA na presença de determinadas alterações genéticas, reforçando o papel central da biologia molecular na definição das entidades. Outras diferenças estão listadas na Tabela 6.

Tabela 6 Comparação entre as classificações OMS 2025 e ICC 2022 para Síndrome/Neoplasia mielodisplásica

Comparação entre as classificações OMS 2022 e ICC 2022 para Síndromes Mielodisplásicas (SMD)
Aspecto	OMS 2022	ICC 2022
Terminologia	Neoplasias mielodisplásicas (SMD)	Mantém síndrome mielodisplásica (SMD)
Estrutura geral	Integra morfologia + genética, com categorias distintas	Ênfase em biologia e prognóstico
Categorias genéticas	Fortemente definidas (SF3B1, TP53 bialélico, del(5q))	Também reconhecidas, com peso clínico relevante
Categorias morfológicas	Baseadas em displasia e % de blastos	Mantidas, mas com menor peso isolado
SMD com blastos 5–9%	SMD com aumento de blastos-1 (SMD-IB1)	SMD com excesso de blastos (SMD-EB)
SMD com blastos 10–19%	SMD com aumento de blastos-2 (SMD-IB2)	Reclassificado como SMD/LMA
Critério de LMA	≥20% blastos (com exceções genéticas)	Pode ser ≥10% em contextos genéticos específicos
Impacto clínico	Mantém continuidade terapêutica em SMD	Pode antecipar abordagem de LMA

VI.7 Patologia molecular nas neoplasias hematopoéticas

A patologia molecular é um “ponto de não retorno” na evolução da patologia. Por mais de dois séculos, a patologia baseou-se na morfologia celular, na arquitetura tecidual e na correlação clínico-patológica. A evolução natural foi a imersão em níveis cada vez mais profundos: a exploração do DNA e o RNA, utilizando técnicas mais recentes, como hibridização “in situ” fluorescente (FISH) e cromogênica (CISH), reação em cadeia da polimerase (PCR), perfil de expressão gênica (GEP), e por fim o aperfeiçoamento da técnica de tecnologia de sequenciamento de DNA e RNA em larga escala, como o sequenciamento de nova geração (Next-generation sequencing, NGS).

As técnicas de patologia molecular estão mudando radicalmente nosso conhecimento sobre as neoplasias hematológicas, particularmente as leucemias e a neoplasia/síndrome mielodisplásica.  Os estudos moleculares estão cada vez mais acessíveis, com redução de custos, tornando-se parte da rotina diagnóstica.  Como limitações, ainda precisamos melhorar a qualidade das amostras, que sofrem com os processos convencionais de fixação, descalcificação e processamento. O estudo aprofundado das principais alterações moleculares nas neoplasias mieloides está disponível na literatura médica. Abordaremos superficialmente os novos conceitos introduzidos nas últimas classificações da WHO-HAEM5 e ICC.

VI.7.1 Hematopoese Clonal e Estados Precursores:

Ambas as classificações atualmente reconhecem estados precursores que não atingem os critérios para neoplasia mieloide plena:

• Hematopoese Clonal e Hematopoese Clonal de Potencial Indeterminado (CHIP, do inglês clonal hematopoiesis of indeterminate potential): A hematopoiese clonal é uma lesão precursora de neoplasia mieloide caracterizada pela presença de células sanguíneas derivadas de um único clone, identificada por mutações somáticas, aberrações citogenéticas e/ou anormalidades no número de cópias detectadas em testes genéticos. Assim, na hematopoiese clonal está presente qualquer mutação somática em células hematopoiéticas com frequência alélica da variante (VAF) < 2%. A hematopoiese clonal tem sido associada à inflamação e a doenças inflamatórias sistêmicas, bem como à evolução para neoplasias hematológicas. A hematopoese clonal de potencial indeterminado é definida pela presença de mutação somática em gene driver de neoplasia mieloide (comumente em DNMT3A, TET2 ou ASXL1), com VAF ≥ 2%, em indivíduos sem citopenias ou evidência de displasia.
• Citopenia Clonal de Significado Indeterminado (CCUS): Ocorre quando a presença dessas mutações está associada a citopenias persistentes, mas sem critérios morfológicos para Síndrome/Neoplasia Mielodisplásica (SMD).

CHIP e CCUS representam a expansão clonal de células-tronco hematopoéticas com vantagem proliferativa e são precursores prevalentes de neoplasias mieloides, detectáveis em cerca de 10-20% dos adultos com 70 anos ou mais. Seu papel como condição pré-neoplásica e marcador de risco para progressão para neoplasias mieloides (risco absoluto de transformação leucêmica, estimado em cerca de 0,5–1% ao ano), mas tem associação com aumento de mortalidade global e com doenças cardiovasculares.

O risco de progressão, particularmente para SMD, aumenta conforme o tamanho da população clonal, o número de alterações somáticas presentes e a presença de mutações genéticas específicas, como as nos genes TP53, JAK2, de fatores de splicing (SRSF2, SF3B1 e ZRSR2) e semelhantes aos da LMA (IDH1, IDH2, FLT3 e RUNX1). O número e a gravidade das citopenias também podem ser fatores de risco para progressão clínica, especialmente em pacientes com histórico prévio de exposição à terapia citotóxica.

VI.7.2. A Relevância do TP53 na SMD e LMA

Dentre os eventos moleculares associados à progressão clonal, as alterações no gene TP53 ocupam posição de destaque. O TP53, conhecido como “guardião do genoma”, desempenha papel crucial na regulação do ciclo celular, na resposta a danos no DNA e na indução de apoptose. Em SMD, mutações no TP53 estão frequentemente associadas a cariótipos complexos, resistência ao tratamento e prognóstico desfavorável. A presença de múltiplas alterações (“multi-hit”), como mutações bialélicas ou combinação de mutação com deleção do locus 17p, define um subgrupo biológico distinto, atualmente reconhecido nas classificações modernas como entidade de alto risco.

Na LMA, a relevância do TP53 também é marcante, sendo suas mutações associadas à baixa taxa de resposta à quimioterapia convencional, elevada taxa de recaída e sobrevida global reduzida. Além disso, LMA com mutação em TP53 frequentemente surge em contexto secundário, incluindo evolução de SMD ou exposição prévia a agentes quimioterápicos. A incorporação do status mutacional de TP53 nas classificações recentes evidencia sua importância não apenas prognóstica, mas também potencialmente terapêutica, uma vez que estratégias direcionadas — incluindo agentes hipometilantes e terapias emergentes — vêm sendo investigadas para esse subgrupo.

Bibliografia

1. Aakash F, Gisriel SD, Zeidan AM, Bennett JM, Bejar R, Bewersdorf JP, et al. Contemporary Approach to the Diagnosis and Classification of Myelodysplastic Neoplasms/Syndromes-Recommendations From the International Consortium for Myelodysplastic Neoplasms/Syndromes (MDS [icMDS]). Mod Pathol 2024;37:100615. https://doi.org/10.1016/j.modpat.2024.100615.
2. Arber DA, Orazi A, Hasserjian RP, Borowitz MJ, Calvo KR, Kvasnicka H-M, et al. International Consensus Classification of Myeloid Neoplasms and Acute Leukemias: integrating morphologic, clinical, and genomic data. Blood 2022;140:1200–28. https://doi.org/10.1182/blood.2022015850.
3. Arber DA, Orazi A. Classification of Myelodysplastic, Myeloproliferative, and Myelodysplastic/Myeloproliferative Neoplasms: The Past, Present, and Future. Am J Hematol 2025;100 Suppl 4:5–15. https://doi.org/10.1002/ajh.27656.
4. Barcia JJ. The Giemsa stain: its history and applications. Int J Surg Pathol 2007;15:292–6. https://doi.org/10.1177/1066896907302239.
5. Bernard E, Nannya Y, Hasserjian RP, Devlin SM, Tuechler H, Medina-Martinez JS, et al. Implications of TP53 allelic state for genome stability, clinical presentation and outcomes in myelodysplastic syndromes. Nat Med 2020;26:1549–56. https://doi.org/10.1038/s41591-020-1008-z.
6. Cantadori LO, Gaiolla RD, Niero-Melo L, Oliveira CC. Bone Marrow Aspirate Clot: A Useful Technique in Diagnosis and Follow-Up of Hematological Disorders. Case Rep Hematol. 2019 Mar 10; 2019:7590948. doi: 10.1155/2019/ 7590948.
7. College of American Pathologists. Protocol for the Examination of Myeloid and Mixed / Ambiguous Lineage Neoplasms. Version: 1101 2025.
8. Della Porta MG, Bewersdorf JP, Wang Y-H, Hasserjian RP. Future directions in myelodysplastic syndromes/neoplasms and acute myeloid leukaemia classification: from blast counts to biology. Histopathology 2025;86:158–70. https://doi.org/10.1111/his.15353.
9. Gisriel SD, Aakash F, Bennett JM, Hasserjian RP, Loghavi S, DeZern AE, et al. Standardization of Bone Marrow Reporting for Myelodysplastic Syndromes/Neoplasms on Behalf of the International Consortium for Myelodysplastic Syndromes/Neoplasms. Arch Pathol Lab Med 2025;149:968–76. https://doi.org/10.5858/arpa.2024-0322-RA.
10. Hart SA, Lee LA, Seegmiller AC, Mason EF. Diagnosis of TP53-mutated myeloid disease by the ICC and WHO fifth edition classifications. Blood Adv 2025;9:445–54. https://doi.org/10.1182/bloodadvances.2024014140.
11. Hasserjian RP. Myelodysplastic Syndrome Updated. Pathobiology. 2019;86 (1):7-13. doi: 10.1159/000489702.
12. Hasserjian RP, Khoury JD, Bueso-Ramos C, Dirnhofer S, Lokuhetty D, Ponzoni M. Advancing the classification of hematolymphoid neoplasms together: for patients, medicine, and science. Blood. 2026 Feb 26;147(9):915-919. doi: 10.1182/blood.2025030689.
13. Higgins P, Simleit E. The importance of integrated bone marrow reporting. Pathology 2026;58:375–7. https://doi.org/10.1016/j.pathol.2026.01.342.
14. Hodes A, Calvo KR, Dulau A, Maric I, Sun J, Braylan R. The challenging task of enumerating blasts in the bone marrow. Semin Hematol. 2019 Jan;56(1):58-64. doi: 10.1053/j.seminhematol.2018.07.001.
15. Jain S, Mahapatra M, Pati HP. CD34 immunohistochemistry in bone marrow biopsies for early response assessment in acute myeloid leukemia. Int J Lab Hematol. 2015 Dec;37(6):746-51. doi: 10.1111/ijlh.12406.
16. Jaiswal S, Fontanillas P, Flannick J, Manning A, Grauman P V, Mar BG, et al. Age-related clonal hematopoiesis associated with adverse outcomes. N Engl J Med 2014;371:2488–98. https://doi.org/10.1056/NEJMoa1408617.
17. Johnston A, Brynes RK, Naemi K, Reisian N, Bhansali D, Zhao X, Rezk SA. Differentiating benign from malignant bone marrow B-cell lymphoid aggregates: a statistical analysis of distinguishing features. Arch Pathol Lab Med. 2015 Feb;139(2):233-40. doi: 10.5858/arpa.2013-0678-OA.
18. Kvasnicka HM, Beham-Schmid C, Bob R, Dirnhofer S, Hussein K, Kreipe H, et al. Problems and pitfalls in grading of bone marrow fibrosis, collagen deposition and osteosclerosis – a consensus-based study. Histopathology 2016;68:905–15. https://doi.org/10.1111/his.12871.
19. Le Clef Q, Menter T, Tzankov A. Our approach to bone marrow biopsies in cytopenia. Pathol Res Pract. 2019 Jul;215(7):152447. doi:10.1016/ j.prp.2019.152447.
20. Menter T, Tzankov A. Practical diagnostic approach to assess myeloid and precursor cell neoplasms on trephine bone marrow biopsies: reflection of middle European reality. J Hematop 2025;18:47. https://doi.org/10.1007/s12308-025-00663-5.
21. Ng AP, Adams R, Tiong IS, Seymour L, Talaulikar D, Palfreyman E, et al. Reporting bone marrow biopsies for myelodysplastic neoplasms and acute myeloid leukaemia incorporating WHO 5th edition and ICC 2022 classification systems: ALLG/RCPA joint committee consensus recommendations. Pathology 2024;56:459–67. https://doi.org/10.1016/j.pathol.2024.02.002.
22. Orazi A, O’Malley DP, Arber DA. Illustrated pathology of the bone marrow. Cambridge University Press, 2006.
23. Rücker FG, Schlenk RF, Bullinger L, Kayser S, Teleanu V, Kett H, et al. TP53 alterations in acute myeloid leukemia with complex karyotype correlate with specific copy number alterations, monosomal karyotype, and dismal outcome. Blood 2012;119:2114–21. https://doi.org/10.1182/blood-2011-08-375758.
24. Said B, Gilles S, Weisdorf D, Rashidi A. The role of bone marrow morphology in the diagnosis of relapsed acute myeloid leukemia. Leukemia. 2018 Apr;32(4):1053. doi: 10.1038/leu.2017.308.
25. Saini L, Brandwein J, Turner R, Larratt L, Hamilton M, Peters A, Wu C, Zhu N, Taparia M, Patterson JM, Bolster L, Mant M, Ritchie B, Liew E, Mirza I, Quest G, Nahirniak S, Ghosh S, Sandhu I. Incremental value of the bone marrow trephine biopsy in detecting residual leucemia following treatment for Acute Myeloid Leukemia. Leuk Res. 2016 Jun;45:47-52. doi: 10.1016/ j.leukres.2016.04.005.
26. Steensma DP, Bejar R, Jaiswal S, Lindsley RC, Sekeres MA, Hasserjian RP, et al. Clonal hematopoiesis of indeterminate potential and its distinction from myelodysplastic syndromes. Blood 2015;126:9–16. https://doi.org/10.1182/blood-2015-03-631747.
27. Strauchen JA. Diagnostic histopathology of the bone marrow. Oxford University Press, 1996.
28. Thiele J, Kvasnicka HM, Facchetti F, Franco V, van der Walt J, Orazi A. European consensus on grading bone marrow fibrosis and assessment of cellularity. Haematologica 2005;90:1128–32.
29. Weeks LD, Niroula A, Neuberg D, Wong W, Lindsley RC, Luskin M, Berliner N, Stone RM, DeAngelo DJ, Soiffer R, Uddin MM, Griffin G, Vlasschaert C, Gibson CJ, Jaiswal S, Bick AG, Malcovati L, Natarajan P, Ebert BL. Prediction of risk for myeloid malignancy in clonal hematopoiesis. NEJM Evid. 2023 May;2(5):10.1056/evidoa2200310. doi: 10.1056/evidoa2200310.
30. Xiao W, Nardi V, Stein E, Hasserjian RP. A practical approach on the classifications of myeloid neoplasms and acute leukemia: WHO and ICC. J Hematol Oncol 2024;17:56. https://doi.org/10.1186/s13045-024-01571-4.

Voltar para a página inicial do manual